Nature, том 613, страницы 735–742 (2023 г.) Процитировать эту статью
18 тысяч доступов
16 цитат
252 Альтметрика
Подробности о метриках
Подавление гуморального иммунитета по принципу обратной связи антителами было впервые зарегистрировано в 19091 году. Последующие исследования показали, что в зависимости от контекста антитела могут усиливать или ингибировать иммунные ответы2,3. Однако мало что известно о том, как уже существующие антитела влияют на развитие В-клеток памяти. Здесь мы исследовали реакцию В-клеток памяти у людей, получивших два высокоаффинных моноклональных антитела против SARS-CoV-2, а затем две дозы мРНК-вакцины4,5,6,7,8. Мы обнаружили, что у реципиентов моноклональных антител титры антигенсвязывающих и нейтрализующих антител были лишь незначительно ниже, чем у контрольных лиц. Однако В-клетки памяти людей, получивших моноклональные антитела, отличались от клеток контрольной группы тем, что они преимущественно экспрессировали низкоаффинные антитела IgM, которые несли небольшое количество соматических мутаций и демонстрировали измененную целевую специфичность рецептор-связывающего домена (RBD), что соответствует с маскировкой эпитопа. Более того, только 1 из 77 протестированных антител памяти против RBD нейтрализовал вирус. Механизм, лежащий в основе этих результатов, был изучен в экспериментах на мышах, которые показали, что в зародышевых центрах, образующихся в присутствии тех же антител, доминируют В-клетки с низким сродством. Наши результаты показывают, что ранее существовавшие высокоаффинные антитела смещают селекцию зародышевого центра и В-клеток памяти посредством двух различных механизмов: (1) путем снижения порога активации В-клеток, тем самым позволяя обильным клонам с более низким сродством участвовать в иммунном ответе; и (2) посредством прямой маскировки родственных им эпитопов. Это может частично объяснить изменение целевого профиля антител памяти, вызванное повторной вакцинацией9.
Чтобы изучить, как пассивное введение моноклональных антител может повлиять на последующий гуморальный ответ на вакцинацию у людей, мы изучили группу из 18 здоровых добровольцев, которые получили однократную дозу комбинации двух моноклональных антител длительного действия против SARS-CoV-2 и впоследствии получили две дозы мРНК-вакцины SARS-CoV-2 (рис. 1а). Два антитела — C144-LS и C135-LS — связываются с эпитопами классов 2 и 3 на RBD белка шипа (S) SARS-CoV-2 с высоким сродством (константа диссоциации (Kd) = 18 нМ и Kd = 6). нМ соответственно) и нейтрализуют вирус при значениях полумаксимальной ингибирующей концентрации (IC50) 2,55 и 2,98 нг/мл соответственно5,8.
а — Схема исследования, где маркеры обозначают недели относительно времени введения первой дозы вакцины. mAb, моноклональное антитело. б: показаны уровни C135-LS в сыворотке (вверху, синий) и C144-LS (внизу, красный) с течением времени. Толстые цветные пунктирные линии указывают средние концентрации в сыворотке среди реципиентов моноклональных антител (n = 18), а тонкие пунктирные черные линии представляют отдельных участников. Две сплошные вертикальные линии обозначают медианное значение, а серые заштрихованные области обозначают диапазон времени от введения моноклональных антител до вакцинации. c–f, Полумаксимальный титр связывания с RBD в плазме (BT50) после одной (vax 1) и двух доз (vax 2) вакцинации мРНК для реципиентов моноклональных антител (n = 18, зеленый) и контрольной группы (n = 26, синий). Каждая точка представляет одного человека. Пунктирные горизонтальные линии представляют медианную активность связывания образцов плазмы здоровых людей до пандемии, которые использовались в качестве отрицательного контроля. c, d, титры связывания IgM (c) и IgG (d) с RBD дикого типа. д, связывание IgG с R346S/E484K (слева) и N440K/E484K RBD (расширенные данные, рис. 1). е, связывание IgG с NTD. g–i, значения полумаксимального нейтрализующего титра в плазме (NT50) для реципиентов моноклональных антител (n = 18, зеленый) и контрольной группы (n = 26, синий) против ВИЧ-1, псевдотипированного SARS-CoV-2 WT S (g) , мутант R346S/Q493K S (h) и мутант R346S/N440K/E484K S (i) (расширенные данные, рис. 2). Белок S псевдовирусов g–i содержал замену R683G. Красные горизонтальные полосы в c–i и красные цифры в g–i представляют медианные значения. Статистическую значимость в c-i определяли с использованием двусторонних U-тестов Манна-Уитни, сравнивающих различия между реципиентами моноклональных антител и контролем для каждого момента времени независимо; Значения P показаны над графиками. Все эксперименты проводились как минимум в двух повторностях.
1) somatic hypermutation, and the encircled numbers indicate the number of sequences analysed for all cells irrespective of isotype (f), and for IgM and IgG analysed independently (g). The red horizontal bars and numbers in f and g indicate the mean values. Statistical significance was determined using two-tailed Mann–Whitney U-tests (a–c and f), Kruskal–Wallis tests with subsequent Dunn’s correction for multiple comparisons (g) and two-sided Fisher’s exact tests to compare fractions (f and g)./p> 0.99 and P = 0.40 for IgM and IgG, respectively). Thus, IgM- and IgG-expressing B cells in vaccinated individuals who had received C144-LS and C135-LS carry normal numbers of somatic mutations, but the relative ratio of the two memory cell types is reversed, which accounts for the overall lower level of mutation in their memory compartment. Finally, in contrast to the controls, there was no enrichment for the VH3-53, VH1-69, VH1-46 and VH3-66 heavy chains, which often target class 1 and 2 epitopes. Instead, there was relative enrichment for the VH3-9, VH5-51, VH4-39 and VH1-8 genes (Extended Data Fig. 4f). The limited number of cells sequenced precludes definitive conclusions about the precise clonotype distribution in this population, but the relative change in VH gene use frequency implies that B cell recruitment into the memory compartment of monoclonal antibody recipients is altered. In summary, the data suggest that pre-existing antibodies can alter the cellular and molecular composition of the RBD-specific MBC compartment that develops in response to mRNA vaccination./p>10 µg ml−1; the solid black lines are antibodies that were below or equal to the negative control anti-HIV1 antibody 3BNC117 (thick yellow dashed line). C144 (thick, red dashed line) was used as a positive control. b, EC50 values derived from a for monoclonal antibody recipients (green) and controls (blue) for all antibodies, irrespective of isotype. c, EC50 values as in b, but IgM and IgG were analysed independently. The grey shaded area between the horizontal dotted lines indicates antibodies with EC50 > 10 µg ml−1 (poor binding) and non-binding antibodies, arbitrarily grouped at 10 and 20 µg ml−1, respectively. The ring plots summarize the fraction of all antibodies tested for the respective groups (encircled number). d, IC50 values for all monoclonal antibodies isolated from vaccinated monoclonal antibody recipients (green) or control individuals (blue). The ring plots illustrate the fraction of non-neutralizing (non-neut.; IC50 > 1,000 ng ml−1) antibodies (black slices) among all antibodies tested for the respective group (encircled number). e, IC50 values as described in d, but IgM and IgG antibodies were analysed independently. f–l, Monoclonal antibody binding to monomeric and multimerized antigen by BLI. f, Schematic of monomeric binding measurements in which IgG was immobilized onto the biosensor chip and subsequently exposed to monomeric RBD (top), and multimeric binding using 6P-stabilized WT SARS-CoV-2 S protein trimers that had been tetramerized using streptavidin (bottom). g, BLI traces obtained under monovalent conditions as shown in f (top). Each curve represents one antibody. The coloured solid lines denote binding above the background represented by polyreactive antibody ED3835 (dotted black line) and anti-HIV-1 antibody 3BNC117 (dashed black line). The grey lines show non-binding antibodies. C144 (thick, red dashed line) was used as a positive control. h, BLI traces as described in g for antibodies that showed no measurable binding in g and were subsequently tested for binding under polyvalent conditions as illustrated in f (bottom). i, The percentage of binding antibodies under monovalent conditions for all antibodies and by isotype. The values below the bars indicate the number of antibodies tested. j, The percentage of binding antibodies as described in i for the antibodies shown in h. k, Kd values derived under monomeric binding conditions in g for monoclonal antibody recipients (green) and controls (blue) irrespective of isotype. The ring plots illustrate the fraction of antibodies tested for the respective group (encircled number) that measurably bound to monomeric RBD (binding, white) and those for which a Kd value could not be established (no Kd, black). l, Kd values as described in k were analysed independently for IgM and IgG. m, Schematic of the BLI competition experiment: (1) the capture antibody of known epitope specificity (class-reference antibody) was bound to the biosensor chip; (2) exposed to antigen; and (3) the antibody of interest was added to the chip. n, The distribution of the epitopes targeted. The number in the centre is the number of antibodies tested. Slices coloured in shades of red and blue represent class 1, 2 and 3 or combined epitopes, and shades of grey represent class-4-containing epitopes or epitopes that could not be classified. For b–e, k and l, the red horizontal bars and numbers represent the median values. ND, not determined. Statistical significance was determined using two-tailed Mann–Whitney U-tests (b, d and k), Kruskal–Wallis tests with subsequent Dunn’s correction for multiple comparisons (c, e and l), two-sided Fisher’s exact tests (d, e, k and l) and the two-sided χ2 contingency statistic (b, c and n)./p> 0; top = experiment-specific upper plateau of the normalizer control antibody or plasma sample reaching saturation for at least 3 consecutive dilution steps. The curve fit was constrained to an upper limit that corresponds to the maximal optical density achieved by the known normalizer control to limit interplate/interexperiment variability (batch effects). Pentameric IgM BT50 values were established using previously measured IgG antibodies as normalizer controls. Pre-pandemic plasma samples from healthy donors and isotype control monoclonal antibodies were used as negative controls as indicated and were used for validation5. All of the reported EC50 and BT50 values are the average of at least two independent experiments./p>10 µg ml−1 (poor binding) and non-binding antibodies arbitrarily grouped at 10 and 20 µg ml−1, respectively. b, Plots show IC50s of 2 IgM-derived control antibodies (covering a wide range of neutralizing activity) in blue and 15 IgM-derived monoclonal antibodies from mAb recipients (as in a) in green, expressed as human IgG1 (IgG) or pentameric IgM (IgM5). For both panels (a, b), ring plots summarize the fraction of antibodies in the indicated category among all tested (encircled number). Red horizontal bars and numbers indicate median values. For panel a, statistical significance was determined using the two-tailed Wilcoxon matched-pairs rank test to compare differences between the same monoclonal antibodies expressed as IgG or pentameric IgM, and the Chi-squared contingency statistic was used to compare categorical distributions from ring plots./p> 1) SHM among all sequences analysed (encircled number) for the respective group. f, Percentage of sequences belonging to clones, defined as 2 or more sequences with the same IGHV and IGLV genes and with highly similar CDR3s, among all sequences obtained from the respective animal (as in Fig. 4d). Each dot represents one individual mouse from the anti-RBD mAb (n = 6, green) or control group (n = 6, blue). g, Affinity constants (Kd) of germinal centre B-cell-derived Fabs for WT SARS-CoV-2 RBD, as established from the monovalent interaction of Fabs with RBD monomers by BLI (also see Fig. 4f–i, Supplementary Table 6 and methods). Each dot represents a single Fab from the anti-RBD mAb (n = 8, green) or control group (n = 22, blue). Red horizontal bars (c-g) and numbers (e, g) indicate median (c, d, f, g) and mean (e) values. Statistical significance was determined using the two-tailed Mann-Whitney test for c-g d, and the two-sided Fisher’s exact test was used to test the relative contribution of mutated and unmutated sequences in e./p>
Русский
English
Français
Deutsch
Español
Italiano
Português
日本語
한국어
Дом